有机氯农药与肿瘤相关基因DNA间的作用机制研究
鲁嘉等
摘要:利用紫外可见(UVvis)吸收光谱、荧光(FL)光谱和圆二色谱(CD)研究了3种有机氯农药\[DDT, DDE和DDD\]与人类肿瘤相关基因(p53 DNA和Cmyc DNA)的相互作用,阐明有机氯农药的基因毒性。UVvis和FL光谱实验表明, 有机氯农药主要通过嵌插方式与DNA碱基作用,形成非共价复合物。通过FL实验得到的农药分子与p53 DNA的结合能力顺序为:DDE>DDT>DDD,对Cmyc DNA为:DDD>DDE>DDT;并通过计算结合过程的热力学常数证实以疏水作用为主要的作用力。CD实验表明, 部分有机氯农药能够影响DNA的碱基对堆积和二级结构,很可能进一步造成DNA损伤,并最终导致基因突变。
关键词:有机氯农药; 脱氧核糖核酸; 相互作用; 光谱法; 嵌插作用
1引言
有机氯农药主要以苯或环戊二烯两大类为原料,曾作为杀虫剂被广泛使用于农业生产中,其化学性质稳定和难以分解的特性造成了环境的严重污染。接触有机氯农药后,罹患白血病、乳腺癌、中枢神经系统(CNS)肿瘤以及Wilm′s肿瘤的风险增大[1,2]。已有研究表明, 有机氯农药能对人体血红细胞和淋巴细胞中DNA造成损伤,具有诱导基因癌变的可能性[3,4]。80%肿瘤疾病受到环境因素的影响[5,6]。因此有必要在分子水平上探讨环境中有机小分子与人类肿瘤相关DNA间的作用机制。小分子物质与DNA之间的非共价结合方式主要有嵌插结合、沟区结合和静电结合,其中当小分子嵌插到DNA碱基对之间后,可以直接抑制DNA的复制与转录,甚至使DNA链断裂受损。此外,有机小分子可能会与DNA形成加合物而引起DNA的损伤,有可能产生诱变作用而最终引发癌变[7,8]。 p53基因是一种抑癌基因,人类癌症中约有一半是由于该基因发生突变失活,是迄今发现与人类肿瘤相关性最高的基因[9~12]。Cmyc基因是一种可使细胞获永生化功能,促进细胞分裂的基因[13,14]。研究发现, 多种肿瘤疾病中都发现有Cmyc基因的扩增或过度表达[15,16]。
本研究选择3种有机氯农药DDT及其在环境中脱氧化氢产物DDE和还原产物DDD(图1)为研究对象,利用一些谱学方法系统研究这些农药与人体肿瘤相关基因(p53抑癌基因和Cmyc癌基因)启动子区双螺旋DNA间的相互作用,希望能为农药生物毒性的解析、肿瘤疾病的预防和治疗提供线索。
3结果与讨论
3.1紫外滴定实验研究有机氯农药分子与DNA的作用模式
研究证明,有机小分子与DNA的相互作用会引起小分子的特征吸收带出现红移(蓝移)现象或增色(减色)效应。尤其是以嵌插方式与DNA碱基对发生作用时,小分子的光谱变化会更明显。随着DNA的加入,有机氯农药分子溶液的UVvis吸收光谱变化明显。由图2A可知,在加入p53 DNA之后,有机氯农药DDE在213和288 nm处的特征吸收峰分别发生了15和11 nm的红移,同时减色程度分别为63.8%和30.2%,并且在337 nm处出现等吸收点。而在加入Cmyc DNA之后,DDD的光谱信号变化最为显著,其位于209和243 nm处的特征吸收峰分别减色55.8%和42.9%,209 nm处特征紫外吸收峰出现了8 nm的红移,在298 nm处出现了等吸收点,而243 nm处特征吸收峰的位移不明显。吸光度的显著减弱以及吸收带发生红移都证实了有机氯农药分子嵌插入DNA的碱基对之间与DNA结合[17],等吸收点的出现说明有机氯农药分子和DNA之间形成非共价复合物[18]。
3.3荧光竞争实验比较有机氯农药分子与DNA作用的亲合能力
溴化乙锭(EB)是一种具有共轭芳香环的平面分子,在TrisHCl缓冲溶液中,单独的EB荧光非常弱,但它能平行地嵌入双螺旋DNA的碱基对中,使荧光显著增强。本实验利用EB作为目标DNA的荧光探针,通过荧光竞争实验研究有机氯农药分子与DNA嵌插作用的亲合力。结果表明,随着有机氯农药浓度不断增加,DNAEB体系的荧光强度逐渐减弱,表明有机氯农药分子会和EB竞争与DNA结合于DNA的作用位点(图3),使得嵌插在DNA碱基对中的EB不断被置换出来。
小分子与DNA的相互作用有可能受多种作用的共同影响,通过在荧光光谱实验中改变溶液的离子强度来判断有机氯农药分子与DNA分子之间是否有静电作用。溶液中离子强度的增加能够抑制有机氯农药分子与DNA分子之间通过静电作用相互结合,表现为荧光猝灭减弱。本实验利用强电解质NaCl控制有机氯农药和DNA体系的离子强度,实验见表3。由表3可知,在加入NaCl溶液后,有机氯农药与DNA溶液体系的荧光强度未增大反而减小,表明有机氯农药和DNA之间没有静电作用。双链DNA之间由于磷酸基团带有负电荷而产生静电斥力,随着离子强度增大,Na+中和了DNA磷酸根的负电荷,减弱了PO3+4之间的斥力,使DNA双螺旋结构分子轴向收缩,表现为荧光强度的减小[22]。
静态猝灭中,猝灭剂的存在不改变荧光分子激发态的寿命,动态猝灭中,猝灭剂的存在可导致其荧光寿命缩短。由表6可知,有机氯农药分子DDD和DDT在加入DNA前后荧光寿命变化较小,表明有DDD与DDT与DNA之间的猝灭模式为静态猝灭,而随着DNA的加入DDE的荧光寿命明显增大,表明DDE与 DNA的沟区之间也有一定的相互作用[25]。
3.7圆二色谱研究有机氯农药分子对DNA结构的影响
小分子不仅能够通过嵌插等作用影响DNA碱基对的堆积,而且能够影响DNA的双螺旋结构。CD谱中,260~280 nm处的正峰对应DNA碱基对堆积,245 nm处的负峰对应DNA双螺旋结构的B型构象[26] 。当有小分子与DNA分子发生相互作用,影响DNA分子结构,其CD谱会发生变化。图6为结合最为显著的2种有机氯农药与相应DNA溶液的CD谱图。对于p53 DNA,农药DDE的加入使得DNA正负峰都明显减弱,这说明DDE的加入不但会削弱碱基对之间ππ堆积作用,而且影响了DNA的双螺旋结构构象,会导致双螺旋结构的松散甚至发生解链;而DDD和DDT对p53 DNA的CD谱没有明显影响。对于Cmyc DNA,农药DDD的加入使得DNA正负峰都发生减弱,这说明DDD的加入能够削弱了Cmyc碱基对之间ππ堆积作用,并对其构象造成一定影响;DDT和DDE的加入使得Cmyc DNA负峰明显减弱,说明对DNA的双螺旋结构有较大影响。造成这种差异的原因是由于有机氯农药的毒性与其分子形状和大小有关,Mullin的假设即强调了分子构型对分子毒性的影响[27]。DDT中的三氯甲基和DDE中双键的空间位阻较大,抑制苯环平面结构的自由旋转,不利于其分子以最优的角度嵌插入DNA碱基对间[28],影响了DNA双螺旋B型构象。而DDD苯环平面结构能够自由旋转,有利于DDD嵌插入DNA碱基对,所以DDD能够同时影响DNA的碱基对堆积和B型构象。
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111
摘要:利用紫外可见(UVvis)吸收光谱、荧光(FL)光谱和圆二色谱(CD)研究了3种有机氯农药\[DDT, DDE和DDD\]与人类肿瘤相关基因(p53 DNA和Cmyc DNA)的相互作用,阐明有机氯农药的基因毒性。UVvis和FL光谱实验表明, 有机氯农药主要通过嵌插方式与DNA碱基作用,形成非共价复合物。通过FL实验得到的农药分子与p53 DNA的结合能力顺序为:DDE>DDT>DDD,对Cmyc DNA为:DDD>DDE>DDT;并通过计算结合过程的热力学常数证实以疏水作用为主要的作用力。CD实验表明, 部分有机氯农药能够影响DNA的碱基对堆积和二级结构,很可能进一步造成DNA损伤,并最终导致基因突变。
关键词:有机氯农药; 脱氧核糖核酸; 相互作用; 光谱法; 嵌插作用
1引言
有机氯农药主要以苯或环戊二烯两大类为原料,曾作为杀虫剂被广泛使用于农业生产中,其化学性质稳定和难以分解的特性造成了环境的严重污染。接触有机氯农药后,罹患白血病、乳腺癌、中枢神经系统(CNS)肿瘤以及Wilm′s肿瘤的风险增大[1,2]。已有研究表明, 有机氯农药能对人体血红细胞和淋巴细胞中DNA造成损伤,具有诱导基因癌变的可能性[3,4]。80%肿瘤疾病受到环境因素的影响[5,6]。因此有必要在分子水平上探讨环境中有机小分子与人类肿瘤相关DNA间的作用机制。小分子物质与DNA之间的非共价结合方式主要有嵌插结合、沟区结合和静电结合,其中当小分子嵌插到DNA碱基对之间后,可以直接抑制DNA的复制与转录,甚至使DNA链断裂受损。此外,有机小分子可能会与DNA形成加合物而引起DNA的损伤,有可能产生诱变作用而最终引发癌变[7,8]。 p53基因是一种抑癌基因,人类癌症中约有一半是由于该基因发生突变失活,是迄今发现与人类肿瘤相关性最高的基因[9~12]。Cmyc基因是一种可使细胞获永生化功能,促进细胞分裂的基因[13,14]。研究发现, 多种肿瘤疾病中都发现有Cmyc基因的扩增或过度表达[15,16]。
本研究选择3种有机氯农药DDT及其在环境中脱氧化氢产物DDE和还原产物DDD(图1)为研究对象,利用一些谱学方法系统研究这些农药与人体肿瘤相关基因(p53抑癌基因和Cmyc癌基因)启动子区双螺旋DNA间的相互作用,希望能为农药生物毒性的解析、肿瘤疾病的预防和治疗提供线索。
3结果与讨论
3.1紫外滴定实验研究有机氯农药分子与DNA的作用模式
研究证明,有机小分子与DNA的相互作用会引起小分子的特征吸收带出现红移(蓝移)现象或增色(减色)效应。尤其是以嵌插方式与DNA碱基对发生作用时,小分子的光谱变化会更明显。随着DNA的加入,有机氯农药分子溶液的UVvis吸收光谱变化明显。由图2A可知,在加入p53 DNA之后,有机氯农药DDE在213和288 nm处的特征吸收峰分别发生了15和11 nm的红移,同时减色程度分别为63.8%和30.2%,并且在337 nm处出现等吸收点。而在加入Cmyc DNA之后,DDD的光谱信号变化最为显著,其位于209和243 nm处的特征吸收峰分别减色55.8%和42.9%,209 nm处特征紫外吸收峰出现了8 nm的红移,在298 nm处出现了等吸收点,而243 nm处特征吸收峰的位移不明显。吸光度的显著减弱以及吸收带发生红移都证实了有机氯农药分子嵌插入DNA的碱基对之间与DNA结合[17],等吸收点的出现说明有机氯农药分子和DNA之间形成非共价复合物[18]。
3.3荧光竞争实验比较有机氯农药分子与DNA作用的亲合能力
溴化乙锭(EB)是一种具有共轭芳香环的平面分子,在TrisHCl缓冲溶液中,单独的EB荧光非常弱,但它能平行地嵌入双螺旋DNA的碱基对中,使荧光显著增强。本实验利用EB作为目标DNA的荧光探针,通过荧光竞争实验研究有机氯农药分子与DNA嵌插作用的亲合力。结果表明,随着有机氯农药浓度不断增加,DNAEB体系的荧光强度逐渐减弱,表明有机氯农药分子会和EB竞争与DNA结合于DNA的作用位点(图3),使得嵌插在DNA碱基对中的EB不断被置换出来。
小分子与DNA的相互作用有可能受多种作用的共同影响,通过在荧光光谱实验中改变溶液的离子强度来判断有机氯农药分子与DNA分子之间是否有静电作用。溶液中离子强度的增加能够抑制有机氯农药分子与DNA分子之间通过静电作用相互结合,表现为荧光猝灭减弱。本实验利用强电解质NaCl控制有机氯农药和DNA体系的离子强度,实验见表3。由表3可知,在加入NaCl溶液后,有机氯农药与DNA溶液体系的荧光强度未增大反而减小,表明有机氯农药和DNA之间没有静电作用。双链DNA之间由于磷酸基团带有负电荷而产生静电斥力,随着离子强度增大,Na+中和了DNA磷酸根的负电荷,减弱了PO3+4之间的斥力,使DNA双螺旋结构分子轴向收缩,表现为荧光强度的减小[22]。
静态猝灭中,猝灭剂的存在不改变荧光分子激发态的寿命,动态猝灭中,猝灭剂的存在可导致其荧光寿命缩短。由表6可知,有机氯农药分子DDD和DDT在加入DNA前后荧光寿命变化较小,表明有DDD与DDT与DNA之间的猝灭模式为静态猝灭,而随着DNA的加入DDE的荧光寿命明显增大,表明DDE与 DNA的沟区之间也有一定的相互作用[25]。
3.7圆二色谱研究有机氯农药分子对DNA结构的影响
小分子不仅能够通过嵌插等作用影响DNA碱基对的堆积,而且能够影响DNA的双螺旋结构。CD谱中,260~280 nm处的正峰对应DNA碱基对堆积,245 nm处的负峰对应DNA双螺旋结构的B型构象[26] 。当有小分子与DNA分子发生相互作用,影响DNA分子结构,其CD谱会发生变化。图6为结合最为显著的2种有机氯农药与相应DNA溶液的CD谱图。对于p53 DNA,农药DDE的加入使得DNA正负峰都明显减弱,这说明DDE的加入不但会削弱碱基对之间ππ堆积作用,而且影响了DNA的双螺旋结构构象,会导致双螺旋结构的松散甚至发生解链;而DDD和DDT对p53 DNA的CD谱没有明显影响。对于Cmyc DNA,农药DDD的加入使得DNA正负峰都发生减弱,这说明DDD的加入能够削弱了Cmyc碱基对之间ππ堆积作用,并对其构象造成一定影响;DDT和DDE的加入使得Cmyc DNA负峰明显减弱,说明对DNA的双螺旋结构有较大影响。造成这种差异的原因是由于有机氯农药的毒性与其分子形状和大小有关,Mullin的假设即强调了分子构型对分子毒性的影响[27]。DDT中的三氯甲基和DDE中双键的空间位阻较大,抑制苯环平面结构的自由旋转,不利于其分子以最优的角度嵌插入DNA碱基对间[28],影响了DNA双螺旋B型构象。而DDD苯环平面结构能够自由旋转,有利于DDD嵌插入DNA碱基对,所以DDD能够同时影响DNA的碱基对堆积和B型构象。
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111
4结论
综上所述,不同农药分子对DNA作用力大小存在显著差异,其中DDD和p53 DNA结合能力最强,而与Cmyc DNA结合能力最弱,具有较为显著的结合特异性。有机氯农药DDD、DDT、DDE都基本以嵌插方式与DNA发生作用,瞬态荧光实验证明DDE与DNA双螺旋的沟区也存在一定的相互作用。热力学函数的计算结果表明有机氯农药分子和DNA之间的作用力类型主要存在疏水作用。CD实验以及紫外升温证明有机氯农药能够影响DNA碱基对间的堆积作用或DNA双螺旋结构,造成DNA稳定性降低。这些影响可能是有机氯农药分子具有致癌作用的原因。
References
1Ma X M, Buffler P A, Gunier R B, Dahl G, Smith M T, Reynolds P. Environ. Health Perspect, 2002, 110: 955-960
2Cordier S, Mandereau L, PrestonMartin S, PrestonMartin S, Little J, Lubin F, Mueller B, Holly E, Filippini, G, PerisBonet R, McCredie M, Choi N W, Arslan A. Cancer Causes Control, 2001, 12: 865-874
3Borja J, Taleon D M, Auresenia J, Gallardo S. Process Biochem., 2005, 40: 1999-2013
4Tiemann U. Reprod Toxicol, 2008, 25: 316-326
5Minetti C A, Remeta D P, Zharkov D O, Plum G E, Johnson F, Grollman A P, Breslauer K J. Mol. Biol., 2003, 328: 1047-1060
6Hendry L B, Mahesh V B, Bransome E D, Ewing D E. Mutat. Res., 2007, 623: 53-71
7Arif J M, Dresler C, Clapper M L, Gairola C G, Srinivasan C, Lubet R A, Gupta R C. Chem. Res. Toxicol, 2006, 19: 295-299
8Phillips D H. Carcinogenesis, 2002, 23: 1979-2004
9Meek D W. Nat. Rev. Cancer, 2009, 9(10): 714 -723
10Scott H E,Chen X B. Cell Biochem., 2007, 100(4): 883-896
11Ford J M. Mutat. Res., 2005, 577(12): 195-202
12Petitjean A, Mathe E , Kato S, Ishioka C, Tavtigian S V, Hainaut P, Olivier M. Hum. Mutant., 2007, 28(6): 622-629
13Fravera R D, WongStaal F, Gallo R C. Nature, 1982, 299: 61-67
14Gail Y, Heidi H, Margaret K, Leonard H. Augenlicht. Cancer Res., 1985, 45: 4433
15Stein C A, Cheng Y C. Science, 1993, 261: 1004-1009
16Jenks S. Natl. Cancer Inst., 1993, 85: 266-278
17Steven A T, Robert J M, A David B, Thomas C S. J. Phys. Chem., 1993, 97: 1707-1710
18Long E C, Barton J K. Acc. Chem. Res., 1990, 23(9): 271-273
19Lakowicz J R. Principles of Fluorescence Spectroscopy 2nd edition. (Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York,1999
20Giuliano K A, Post P L, Hahn K M, Taylor D L. Annu. Rev. Biophys. Struct., 1995, (24): 405-434
21Kamat B P. Seetharamappa. J. Chem. Sci., 2005, (117): 649-655
22JIANG ChongQiu, HE JiXiang, WANG JinShan. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2002, 22(1): 103-106
23Anamika M, Sankar C. Phys. Chem. B, 2012, 116: 5226-5233
24Ross P D, Subramanian S. Biochem., 1981, 20,: 3096-3102
25Zhang H J, Wang J, Wu Y S, Gu Y, Xi C A, Li W, Zhang J P. Sci.China B, 2006, 49(1): 75-80
26Jangir D K, Dey S K, Kundu S, Mehrotra R. Photochem. Photobiol. B, 2012, 114: 38-43
27Mullins L J. Chem. Rev., 1954, 54: 289
28Kaushik P, Kaushik G. J. Hazard. Mater., 2007, 143: 102-111