| 标题 | 微球层叠微通道用于全血血浆分离 |
| 范文 | 陈梦迪 杨雁婷 邓治杨 徐洪燕 邓吉楠 杨忠 胡宁 杨军 摘?要?设计并制作了一款由两种大小不同微球层叠堆积的微通道与毛细通道阵列组合而成的微流控芯片装置，可以在全血样本流经微通道过程中，通过微球堆积层过滤、吸附其中的细胞组分，快速分离出血浆。采用负压进样方式在微通道中紧密堆积微球，并采用蛋白封闭液包被的方法增加微球表面亲水性，在毛細作用下，芯片烘干冷却后滴入的全血在微通道中前进，进而分离出血浆。测试了直径分别为10、15、20、23和40 μm的不同微球对血浆分离速度的影响，当使用直径为10 μm的微球堆积通道时，血浆分离速率最快。考察了堆积通道局部加宽设计等对血浆分离的影响，结果表明，相较于长直型通道，局部加宽通道的血浆分离速率大大增加，最快可达0.16 μL/min，可在短时间内收集得到足量血浆，满足大多数临床血液检测等相关要求。利用本方法收集的血浆样本在芯片上进行血液凝集实验，可快速分析待测血液血型，具有良好的实际应用价值。 关键词?血浆; 微流控芯片; 全血; 毛细作用; 过滤 1?引 言 全血由红细胞、白细胞、血小板等血细胞和血浆组成[1]，血细胞占全血的40%～45%，血浆占55%～60%。血浆成分复杂，主要包括蛋白质、脂类、无机盐、糖等，很多成分与人体的各种生命活动直接相关，因此， 检测分析血浆成分对基础生物医学研究及临床检测都有重要意义[2]。由于血细胞及其所含物质常会干扰血浆成分分析，在相关检测中，需提前去除血细胞。在传统的实验室分析方法中，分离血浆最常用的方式是对全血进行离心操作，取上清液即可得到血浆。但是，血液即时检测（Point-of-care testing， POCT）设备得到越来越广泛的应用，基于离心的血浆制备方法由于所需装置较大、成本较高，难以满足实际检测要求[3]。 微流控芯片因其结构尺寸小、成本低、通量高、试剂消耗少、反应快等优势，已被广泛用于各种POCT设备中[4]。对于全血中血浆的分离，微流控技术同样具有巨大应用潜力，因此成为目前该领域的研究热点，已有多种不同的微流控装置被用于血浆分离研究中[5～14]。其中，具有天然多孔结构的纤维薄膜、滤纸等材料较多用于微流控血浆分离，对血液的操作可采用类似传统生化试纸的侧向流层析方法，如目前常见的纸质芯片结构[5]。此外，也有研究利用红细胞的侧向位移，在靠近壁的一侧形成一层无细胞区域以分离血浆[6]。另一类方法则较多依赖于多孔薄膜的过滤作用[7，8]。这些装置结构简单、成本低廉，但是所得到的血浆量通常较少，而且是吸附在多孔结构中或薄膜表面上。同时，这类结构的滤孔也易被堵塞，实际应用范围有限。由于微流控技术已经广泛应用于细胞分离领域[9]，因而又陆续出现了多种微流控结构及操作方法以实现血浆分离。基于错流过滤的微流控血浆分离方法[10，11]，利用单一通道尺寸小于血细胞的微通道阵列限制血细胞的流动，从而实现血细胞和血浆在平行通道中的分配，达到分离血浆的目的。模仿体内毛细血管中细胞流动的Zweifach-Fung效应（即分支毛细血管结构中血细胞倾向于流入流速更高通道的一种效应）也被用于血浆分离芯片的构建[12，13]，血液流经微通道的分叉处时，由于受到较强压力梯度的作用，绝大多数血细胞倾向于流入流速高的微通道中，从而实现血浆在低速分支通道中的分离。在微流控芯片中，还可利用一些特殊几何结构构成的阵列，如通道中突起的斜纹结构阵列，改变血细胞的流动方向，并向特定方位富集，从而实现血浆分离[14]。除了各种微结构，流体的特殊微流控操作也可用于血浆分离。如在惯性微流过滤中，利用微通道中细胞所受惯性升力的平衡点，可使血细胞稳定在通道横截面中某个位置形成聚焦流动，从而完成血细胞的分离[15]。相比于传统的多孔介质的血液渗流及过滤分离方法，基于特殊微结构或者微流控操作技术的血浆分离方法速度更快，所得到的血浆量也更多，更适于POCT分析。但是，在微通道中加工各种微结构的工艺复杂，造价昂贵; 而各种微流控操作方法对加工及流动控制精度的要求也较高; 同时，很多血浆分离都需对血液做稀释等预处理，不适合直接对全血进行操作，限制了其推广应用。 Shim等[16]利用不同尺寸的微球在微流控芯片的进样池与微通道连接处堆积形成一个过滤系统，通过微球间间隙对血细胞的阻挡作用及血液的毛细作用，选择性地使血浆更快流到后端微流控通道中，实现血浆的快速分离。该方法依赖于微流控结构中的毛细作用，不需外加驱动装置，结构和制作简单，分离速度也较快。但是，该设计在实际应用中还存在一些问题，如微球仅依靠相互粘结固定在微通道入口位置，抵抗外力干扰能力弱，容易脱落、移位。血浆分离完全依靠毛细作用驱动，流动通道尺寸不能太大，这也导致单一通道设计很难将足够分离血浆输送到后端尺寸较大的检测微腔室等结构中（这些结构中毛细作用很弱）。由于光学检测技术等要求，较大检测腔室在微芯片生化检测及免疫分析等应用中广泛使用[17]; 同时，较小尺寸的微通道中单次分离血浆量少（一次最多102 nL），也限制了其应用范围。由于微球堆积层厚度较薄，延长分离时间会导致部分红细胞穿过微球堆积层，污染已经分离的血浆。 本研究构建了一种基于微球堆积微通道和毛细微通道阵列的微流控芯片结构，利用特定微通道约束不同尺寸的微球，使血液在通过层叠微球过程中实现血细胞和血浆的分离。血浆分离过程中，无需借助外力作用。通过填装大量微球于微通道中，可以提高分离的血浆量; 同时，微球层叠通道下游的阵列化微通道结构相比单一微通道更有利于大量血浆的收集。探究了微球尺寸和芯片结构对血浆分离过程的影响。相较于同类型微球堆积血浆分离装置，本装置分离血浆速度更快，血浆收集量更大。 2?实验部分 2.1?仪器与试剂 LSP10-1B实验室十通道注射泵（保定兰格恒流泵有限公司）; URE-2000/25型紫外光刻机（中国科学院光电技术研究所）; PDC-MG等离子清洗机（成都铭恒科技发展有限公司）; IX73显微镜（日本奥林巴斯公司）; EOS 600D照相机（日本佳能公司） 磷酸盐缓冲液（Phosphate buffer saline，PBS）干粉（北京索莱宝科技有限公司）; 吐温20（合肥博美生物科技有限责任公司）; 封闭蛋白干粉（美国博士德生物工程有限公司）; 聚二甲基硅氧烷（Polydimethylsiloxane，PDMS，美国Dow Corning公司）; SU8 3050（美国MicroChem公司）; 二氧化硅微球（直径分别为10、15、20、23和40 μm，中国知益微球科技有限公司）。 2.2?芯片设计及加工 血浆分离的目的是将血液中的血细胞与血浆有效分开。血细胞中绝大多数都是红细胞，约占血液体积50%。因此，血浆分离的主要目的就是去掉红细胞。红细胞呈两面中央凹的圆饼状，直径约8 μm， 厚度约2 μm， 具有极强的变形性，可形变通过小于其几何尺寸的孔道，但压力过大时也可能破裂。芯片（图1）中设计了一条填充微球的微通道，通过微球之间的孔隙一定程度上阻滞红细胞运动，同时通过毛细作用使血浆快速流经微通道，从而实现血浆的分离。 微流控芯片由上下两层结构组成（图1A），上层为PDMS层，下层为玻璃基底层。芯片中的流动网络主要由全血进样腔、微球层叠通道、血浆分离通道阵列、血浆收集腔等部分组成。其中，进样腔直径为4 mm。微球层叠通道的尺寸为14.8 mm（长） 4 mm（宽） ?220 μm（高），用以容纳微球。通道一侧刻有刻度标志（相邻刻度间距为1 mm），方便确定微球堆积数量。微球层叠通道后端与18条尺寸分别为1.5 mm（长） ?100 μm（宽） ?85 μm（高）的血浆分离通道相连（图1B）。分离的血浆最后流入尺寸为4.6 mm（长） ?2.1 mm（宽） ?220 μm（高）的血浆收集腔。在微球装填过程中，先将较大尺寸微球填充到微球层叠通道中，挡住其进入血浆分离通道的入口，避免随后堆积的尺寸较小微球进入分离通道中。通过表面处理使微球表面具有较强的亲水性。由于毛细作用与毛细管的半径成反比，因此可以通过选择微球尺寸调节毛细作用[18]。微球相互堆积形成孔隙，起到了毛细管的作用，此处将孔隙模拟为一根长直的毛细管，在毛细管的一端添加液体，不施加其它力的作用，模拟液体在毛细管内的前进。采用COMSOL Multiphysics 4.4软件进行仿真。当毛细管直径变小时，液体在毛细管中前进的速率明显加快。 芯片加工时，首先采用二次光刻法在硅片上制備由两层不同高度（220 μm/85 μm）的微结构构成的母版： （1）在洗净烘干的硅片上旋涂一层光刻胶SU8 3050（1500 r/min，1 min）; （2）前烘45 min后曝光（27 s）; （3）后烘，显影得到第一层结构（高85 μm）; （4）重复操作得到第二层结构（SU8 2050，500 r/min，1 min， 所得光刻胶高220 μm），最终得到有双层结构的硅片母版。将PDMS倒入固定母版的模具中，除尽气泡后，在80℃的烘箱中加热30 min，脱模即可得到具有预定微结构的PDMS胶块，然后在PDMS胶块上进样腔和收集腔气孔位置打出相应尺寸通孔。芯片采用玻璃作为基底材料，玻璃基底具有良好亲水性，有利于微球溶液的进入。将玻璃基底和PDMS胶块等离子处理3 min后键合，并在150℃热压10 min即得到实验芯片（图1C）。待芯片冷却后，尽快加入蛋白封闭液（0.065 g/mL），以包被通道表面，增加其亲水性。蛋白封闭液由封闭蛋白干粉溶于吐温20-PBS缓冲液（1∶2000，V/V）。 2.3?实验过程 2.3.1?微球堆积?在芯片中，起过滤作用的主要是小尺寸的微球。在微球堆积通道中填充微球时，为避免尺寸小的微球从分离微通道中流失，芯片内共堆积两种尺寸的微球，先堆积直径100 μm的微球，再堆积较小尺寸的微球。将实验所用的二氧化硅实心微球加入去离子水中，形成微球悬液，从进样腔入口加入后，在收集腔出口一端抽气形成负压，可使微球在通道内堆积。通过芯片上的刻度标志可以判断并控制不同微粒堆积量。 在微球堆积过程中，微球始终浸润在蛋白封闭液中，蛋白在微球表面吸附，可将其表面从疏水性改变为亲水性，显著提高毛细作用强度。堆积微球的微芯片如图2A所示。将填充好微球的芯片中的蛋白封闭液尽量抽尽后， 于75℃烘烤至水分全部蒸发，冷却后，于4℃放置过夜，备用。 2.3.2?血浆分离实验?血液样本采用作者本人血液，由重庆大学医院采集，经重庆大学医院同意，可用于实验。将20 μL血液样本加入进样腔中观察并记录血浆分离情况（图2B）。由于毛细作用，血液会自动在通道内前进。微球与通道壁及微球间的狭窄缝隙有助于产生较大的毛细作用力，推动血液中的血浆流动。较小缝隙对以红细胞为主的血细胞则有较大阻碍作用。血液在进入芯片一段时间后，红细胞和血浆运动前沿会出现一定程度的分离。 3?结果与讨论 3.1?血浆的分离 参考文献[16]的研究结果，在实验中先选择直径分别为100 μm和15 μm的两种尺寸的微球，其中大微球的填充量约0.88 μL（占据1 mm长的通道），小微球的填充量约12.32 μL（占据14 mm长通道）。当血液从进样腔加入芯片后，血浆在毛细作用下向前运动，而血液中的红细胞由于微球的阻碍而逐渐滞后。经过一段时间后，血浆（图3中的透明部分）运动的前沿明显超越红细胞（红色部分）的运动前沿，表明部分血浆成分逐渐从血液中分离出来。从微球区域流出的血浆在下游的分离通道阵列中快速流动，随后进入收集腔逐渐积累。芯片中收集腔和微粒堆积通道高度均为220 μm，而中间的分离通道高度为85 μm，当血浆从不同分离通道进入收集腔时，不同分离通道流入的血浆逐渐汇流到一起，从收集腔的角落处开始慢慢积累（图3C）。最后，收集腔中得到淡黄色透明血浆，说明在整个分离过程中基本没有红细胞被挤压破裂。 相对于Shim等[16]设计的芯片结构，本研究中的芯片更厚的微球堆积层可实现更多的血浆分离; 同时，由18条分离通道构成的阵列可同时输送更多的血浆进入收集腔室。实验中还发现，由于血浆的不断分离，剩余血液中血细胞浓度不断增加，粘度也不断加大，流速减慢，导致最终未分离的血液（主要是红细胞）会停留在微通道的某一位置。因此，可以选择合适的微球填充量，在保证血清分离效果的同时，提高分离速度。影响血浆分离的主要因素在于填充微球的尺寸，在随后的研究中，探讨了不同微球尺寸的影响。 3.2?不同小微球尺寸的影响 直径100 μm的大微球主要用于阻止较小微球进入分离通道，对整个血浆分离过程无明显影响。因此，实验中大微球的尺寸及填充量保持不变，只考察直径分别为10、15、20、23和40 μm的5种小微球对血浆分离的影响。微球尺寸的选择主要参考红细胞大小以及可选择的商业化微球尺寸。小微球在微通道中的填充尺寸保持一致。 针对不同尺寸的微粒均进行5次重复实验。实验中，当微球尺寸较大（40 μm）时，微球间的孔隙不足以阻碍血细胞随液体成分的运动，不能观察到血细胞和血浆之间有明显的分离。因此，在后面的分析讨论中，主要讨论尺寸较小的4种微球的影响。血液在微球中前进，分成血浆和血细胞两部分，形成前后两条运动前沿，记下不同时刻血浆和血细胞运动前沿离微球堆积边缘的距离，当运动前沿不规则时，取血浆和红细胞移动前沿左右边缘差的中点处作为前沿，绘制血浆和血细胞前进距离与时间线图（图4）。 实验结果表明，当通道中填充尺寸分别为10、15、20和23 μm的较小微球后，血液中血浆和血细胞的前进速度出现了不同程度的差异（图4），血细胞的运动滞后于血浆。经过一定时间后，多数微球填充通道中，血细胞会停留在某一位置不再继续运动，血细胞停止运动的位置和血液刚进入微球堆积区之间距离为血细胞前进距离。 实验中，直径10 μm微球填充的微通道中血浆流速明显更快，只需9.8 min，血浆即可通过全部微球填充区。对于直径分别为15和23 μm的微球，血浆流过微球填充区的时间差别不大，约在2225 min，而直径20 μm微球填充的微通道中血浆流速最慢，需要近100 min血浆才能流出。而对于直径分别为10、15和20 μm的微球，血浆和红细胞前进的速度差异明显，血浆容易分离; 前两种微球填充通道中血细胞前进距离约为8 mm（分别为（8.50±1.29） mm、（9.10±1.29） mm）的位置，而直径20 μm的微球堆积通道中，血细胞前进距离为（11.38±0.75） mm。在直径23 μm的微球填充的通道中，血浆和红细胞的运动速度差异不大，分离困难，而且红细胞可以流过微球堆积层。 血液在微通道中运动的驱动力主要源自毛细作用和由液面差引起的静压力，阻力主要来自微通道的流阻。而对于血液中的细胞，驱动力主要是血液运动对细胞的粘性力，阻力则主要是微球间隙对细胞的阻碍作用。对于较小的空隙，毛细作用更强，但是流阻也更大。由于血液是非牛顿流体，而且血细胞与微球的相互作用会对空隙几何形态及流体运动本身产生很大影响，要准确计算各种条件下血液的流动情况很困难。就实验结果而言，在直径10 μm微球填充的通道中，毛细作用的影响更为明显，血浆流动速度（（1.54±0.60）mm/min）比更大微球填充的通道快很多。在直径>15 μm微球填充的通道中，微球间隙增加导致毛细作用减弱，但同时流阻也在减小。在微球直径<20 μm时，毛细作用减弱的影响更大，因而血浆流动速度逐渐减慢; 在微球直径>20 μm（如23 μm）时，较大的微球间隙产生的阻力很小，血浆的流动速度又增加。对于红细胞，较大微球间缝隙的增加更有利于红细胞变形通过，因此红细胞在微球堆积通道中的前进距离也随微球尺寸的增加而逐渐增大。对于目前采用的芯片结构，直径>23 μm的微球不能将红细胞完全停留在微球堆积通道中，长时间分离操作会导致红细胞进入下游的分离通道及收集腔，影响分离效果。因此，为了保证血浆分离效果及血浆获取量，需在微通道中填充足够长度的微球堆积层。对于本研究所测试的微球，在通道中填充直径10 μm微球是较好的选择。一方面，血浆分离速度更快，有利于快速的POCT操作; 另一方面，红细胞移动距离更短，实际应用中需要的微球堆积量相对更少。 3.3?微球堆积通道结构的影响 为了提高血浆分离速度，本研究对微球堆积通道结构做了改进。文献[16]表明，堆积于通道口的微球层厚度越大，外围面积也越大，从而可以提高血浆分離量和分离速度。因此，本研究加宽了芯片的微球堆积通道的中部，希望通过提高微球堆积的数量及横截面尺寸提高血浆分离速度。新的芯片结构如图5A所示，微球堆积通道最宽处增加到7.5 mm，通道变宽部分总长度为8.5 mm。此结构由于通道宽度较宽且通道结构不规则，在用负压进行通道内微球堆积时， 会出现微球堆积边界与流动方向不完全垂直的情况（图5A），但是对实际分离实验的影响有限。 为了考察不同芯片结构下血浆分离速度的差异，比较了两种芯片中血浆的流量大小。由于两种芯片中通道深度相同，实验中只需比较两种芯片中血浆单位时间扩展面积的差异，流速单位mm2/s指平均每秒血浆前进所覆盖的微球面积，如血浆在100 s内通过了面积为60 mm2的微球填充区，则流速为0.6 mm2/s。当在芯片进样腔滴加20 μL血液时，新设计的通道结构中血浆流速比直通道都大（图5B），其中直径10 μm微球填充的通道差别最为明显。在新设计的结构中，由于通道部分加宽，血液与微球接触面更大，通道加宽部分相当于增加了更多的微小毛细管，更有利于血浆的运动。当采用直径10 μm微球填充时，血浆的分离速率可达到0.16 μL/min，短时间内分离产生的血浆量即可满足多数分析的要求。 3.4?不同小微球尺寸对血浆积累速率的影响 当血浆穿过全部微球堆积区域，进入血浆分离通道阵列并在后续的出口腔堆积，记录从血浆开始在出口腔堆积直到血浆铺满整个出口腔的时间，计算出不同微球填充芯片的血浆积累速率。在微球填充区域，不同直径的微球形成不同粗细的孔隙，因而血浆在其中的前进速度也不同，即血浆的产出速度不同。在芯片中填充不同尺寸（直径分别为10、15、20、23 μm）、但填充量相同的微球，探究微球尺寸对血浆积累速率的影响。每个尺寸微球分别进行3次重复实验并统计结果。其中，只有直径10和15 μm微球填充的芯片能够在出口腔积满血浆，即收集到3.29 μL血浆; 20 μm微球填充芯片收集血浆速率极缓慢，产出血浆量不足以将出口腔填满; 23 μm芯片由于孔隙较大，有部分红细胞进入出口腔，所收集血浆纯度不高。统计得出直径10和15 μm微球填充的芯片中血浆积累速率分别为（0.160±0.025） μL/min和 （0.030±0.007） μL/min。10 μm微球填充的芯片中血浆堆积速度远快于15 μm， 这与3.2节中所讨论的血浆在10 μm微球填充通道的前进速度远大于在15 μm微球的现象相符合。将血浆视为无数个体积元，在10 μm填充通道中，每个体积元穿过微球间孔隙的速度大于在15 μm微球中的速度。当血浆体积元通过全部微球填充区，进入血浆分离通道阵列，到达出口腔并开始积累，微球的尺寸对体积元的前进和积累速率不再有影响。本研究尚未考虑血浆分离通道阵列的尺寸对血浆积累速率的影响，可以在后续实验中进一步探究。 3.5?凝集实验分析 血浆分离是生物医学检测的重要环节，分离得到的血浆可用于多种检测，如常见的免疫及生化分析[17]。本研究为了验证分离得到的血浆是否能够满足一般的测试要求，以分离得到的血浆作为样本，与另一个血液样本进行凝集实验。凝集实验是一种常见的临床血液分析手段，常用于血型鉴定和交叉配血实验（Blood cross-matching test）[19]等。基于微球层叠通道的血浆分离方法结构简单，分离速度快，血浆纯度高，血浆量大，在交叉配血实验等对检测方便性和速度要求很高的应用中极具潜力。 凝集实验中，不同血型的血液中红细胞表面抗原不同，血浆中含有与之兼容的抗体，如A型血红细胞表面抗原是凝集原A，其血浆含抗B凝集素。通过将待测血液中的红细胞和已知标准血浆混合，根据红细胞是否出现凝集分析待测红细胞表面含有何种抗原，从而判断待测血液的血型[20，21]。实验中，收集腔中积满血浆后，将1 μL待测血液样本用微量进样器加入收集腔，轻轻挤压芯片，使血液和血浆样本混合，观察出口腔情况。当待测血液和血浆发生凝集时，待测血液红细胞在进入血浆后不会分散，反而聚集成团。在挤压混合后，出现絮状的红细胞团块（图6A）。在显微镜下观察，收集腔中红细胞呈团块，出现凝集现象（图6B）。如未发生凝集，待测血液红细胞进入血浆后，分散并在收集腔室内铺开，呈淡红色均匀分布，挤压混合后没有变化（图6C）。红细胞均匀分布，无凝集现象（图6D）。 4?结 论 本研究设计了一种全血过滤芯片，通过微通道中填充的微球过滤分离血浆。不同尺寸微球的分析结果表明，在微通道中填充直径10 μm的微球，血浆分离速度最快，而且微球需要量最低。实验结果表明，局部扩大微球填充通道尺寸，有助于血浆的快速分离，也可收集到更多的血浆。通过凝集实验表明芯片收集血浆技术可应用于临床检测。相对于现有的入口微球填充方法，新设计的芯片可得到更多血浆，并收集到一个检测腔室中，适用范围更广。而且，微球固定更加稳定，更有利于实际应用。因此，基于微球填充通道的血漿分离装置有望成为POCT设备中的关键器件。 References 1?Gifford S C， Strachan B C， Xia H， Vrs E， Torabian K， Tomasino T A， Griffin G D， Lichtiger B， Aung F M， Shevkoplyas S S. PLoS One， 2018， 13（1）： e0190827 2?Sarangadharan I， Wang S L， Sukesan R， Chen P C， Dai T Y， Pulikkathodi A K， Hsu C P， Chiang H H K， Liu L Y M， Wang Y L. Anal. Chem.， 2018， 90（4）： 2867-2874 3?Koukouvinos G， Goustouridis D， Misiakos K， Kakabakos S， Raptis I， Petrou P. Sens. Actuators B， 2018， 260： 282-288 4?Nasseri B， Soleimani N， Rabiee N， Kalbasi A， Karimi M， Hamblin M R. Biosens. Bioelectron.， 2018， 117： 112-128 5?Li H， Han D， Pauletti G M， Steckl A J. Lab Chip， 2014， 14（20）： 4035-4041 6?Marchalot J， Fouillet Y， Achard J L. Microfluid. Nanofluid.， 2014， 17（1）： 167-180 7?Madadi H， Casals-Terre J， Mohammadi M. Biofabrication， 2015， ?7（2）： 025007 8?Moorthy J， Beebe D J. Lab Chip， 2003， ?3： 62-66 9?CHEN Li， ZHENG Xiao-Lin， HU Ning， YANG Jun， LUO Hong-Yan， JIANG Fan， LIAO Yan-Jian. Chinese J. Anal. Chem.， 2015， 43（2）： 300-309 陳 礼， 郑小林， 胡 宁， 杨 军， 罗洪艳， 姜 帆， 廖彦剑. 分析化学， 2015， 43（2）： 300-309 10?Vandelinder V， Groisman A. Anal. Chem.， 2006， ?78（11）： 3765-3771 11?Kang T G， Yoon Y J， Ji H M， Lim P Y， Chen Y. J. Micromechan. Microeng.， 2014， 24（8）： 087001 12?Yang S， Undar A， Zahn J D. Lab Chip， 2006， 6（7）： 871-880 13?Maria M S， Kumar B S， Chandra T S， Sen A K. Biomed. Microdevices， 2015， 17（6）： 115 14?Kim B， Oh S， You D， Choi S. Anal. Chem.， 2017， 89（3）： 1439-1444 15?Xiang N， Ni Z. Biomed. Microdevices， 2015， 17（6）： 110 16?Shim J S， Ahn C H. Lab Chip， 2012， 12（5）： 863-866 17?Lee B S， Lee Y U， Kim H S， Kim T H， Park J， Lee J G， Kim J， Kim H， Lee W G， Cho Y K. Lab Chip， 2011， 11（1）： 70-78 18?Li C， Liu C， Xu Z， Li J. Biomed. Microdevices， 2012， 14（3）： 565-572 19?Park J， Park J K. Lab Chip， 2018， 18（8）： 1215-1222 20?Beck M L， Tilzer L L. Trans. Med. Rev. 1996， 10（2）： 118-130 21?Makulska S， Jakiela S， Garstecki P. Lab Chip， 2013， 13（14）： 2796-2801 |
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